Nuevos hallazgos de dicistrovirus en palomas (Columba livia) de la ciudad de La Plata, Argentina

Resumen

Las palomas (Columba livia) son de los pocos animales que han logrado adaptarse exitosamente al entorno urbano. La caracterización definitiva, el diagnóstico y el tratamiento de sus enfermedades son de gran interés en la salud animal y en la salud pública. En Argentina, en 2022, y por primera vez en palomas, se hallaron positivas a dicistrovirus 60% de muestras orofaríngeas y cloacales. El objetivo de este trabajo fue determinar la presencia de estos virus en palomas de la ciudad de La Plata y caracterizarlos molecularmente. A 30 ejemplares se les extrajo sangre y se tomaron muestras de orofaringe y cloaca; posteriormente se realizó la extracción de ARN, seguida de una RT-PCR múltiple. Las muestras positivas se confirmaron utilizando cebadores específicos para el virus israelí de la parálisis aguda, luego se purificaron y secuenciaron y, mediante el uso de BLAST, se encontró 88,24% de homología con la secuencia referente. En una paloma se detectó material genético de dicistrovirus, tanto en la muestra de sangre como en las de orofaringe y cloaca. Con este resultado se podría inferir la existencia de una infección viral, aún en ausencia de signos clínicos. Se señala la necesidad de explorar y monitorear potenciales reservorios animales en su hábitat natural.

Introducción

Las palomas domésticas (Columba livia) pertenecen al orden Columbiformes, familia Columbidae. Estas aves se mantienen en cautiverio y se crían como ornamentales, animales de compañía y especímenes de laboratorio. Además, se utilizan para la producción de carne (Santos et al., 2020) y como animales para deporte, siendo las carreras de palomas un deporte popular y en crecimiento, generando una industria multimillonaria en el este de Asia (Abolnik, 2014). La paloma doméstica es de los pocos animales que ha logrado adaptarse exitosamente al entorno urbano y sus poblaciones silvestres muestran un sostenido crecimiento en las principales ciudades del mundo. Por otro lado, numerosos estudios sanitarios en estas aves han permitido encontrar agentes patógenos de relevancia, tanto para medicina veterinaria como humana (Arteaga et al., 2023). Las infecciones bacterianas, fúngicas y virales son frecuentes en varios países donde las palomas son de gran valor (Stenzel et al., 2014). En este sentido, ya fueron detectados más de 60 microorganismos que pueden ser patógenos para los humanos (Vasconcelos et al., 2018). El mayor contacto entre palomas, humanos y otras especies animales está dado por el uso tanto recreativo como productivo, como así también por el aumento de las poblaciones urbanas de estas aves, lo que puede generar un riesgo para la salud animal y la salud pública. Este hecho nos plantea la necesidad de profundizar los conocimientos de los patógenos que circulan en las poblaciones de palomas, por lo cual, la caracterización definitiva, el diagnóstico y el tratamiento de sus enfermedades son de gran interés.

Los dicistrovirus son virus pertenecientes al orden Picornavirales, familia Dicistroviridae (Bonning y Miller, 2010). La partícula viral, de aproximadamente 30 nm de diámetro, simetría icosaédrica y sin envoltura, contiene una única molécula de ARN infeccioso, lineal, de sentido positivo y monocatenario, de aproximadamente 8,5 a 10,2 kb. El genoma contiene dos marcos abiertos de lectura (de aproximadamente 5500 y 2700 nucleótidos) no superpuestos y separados por una región intergénica. Esta disposición dicistrónica es característica y es la que le da el nombre a esta familia viral.

Los dicistrovirus se han detectado en una gran variedad de artrópodos en todo el mundo, como las abejas (Apis mellifera), y son de gran impacto económico en esta especie. En la bibliografía, existe información del hallazgo de dicistrovirus en varios mamíferos y aves: gorilas salvajes (Duraisamy et al., 2018), osos panda gigantes cautivos (Zhang et al., 2017) y murciélagos (Cholleti et al., 2022; Reuter et al., 2014; Yinda et al., 2017). Estos últimos son transmisores de gran cantidad de virus de insectos, como así también de muchos virus de mamíferos (Ge et al., 2012). En África, se han hallado dicistrovirus en el guano de murciélagos insectívoros y, debido a que el mismo es usado como fertilizante en cultivos agrícolas, se ha encontrado que esta práctica puede implicar un riesgo debido a la posible transmisión de estos virus desde el guano a los insectos polinizadores que frecuentan dichos cultivos (Bourgarel et al., 2019). En la República del Congo, en 2015, se halló ARN de dicistrovirus en la sangre de murciélagos frugívoros, entre ellos Hypsignathus monstrosus dicistrovirus, una supuesta nueva especie dentro del género Cripavirus (Bennett et al., 2019) y también hallada en 2010 en Brasil, en muestras de hígado de murciélagos aterciopelados de cola libre (Molossus molossus) (Fumagalli et al., 2019). Además, se detectaron dicistrovirus en ardillas (Dastjerdi et al., 2021) y en una especie de sapo asiático (Bufo gargarizans) (Chen et al., 2023). En Argentina, y por primera vez en palomas, se hallaron muestras orofaríngeas y cloacales positivas a dicistrovirus (Susevich et al., 2022). A partir de estos resultados el objetivo de este trabajo fue determinar la presencia de dicistrovirus en muestras de sangre, orofaringe y cloaca de palomas en la ciudad de La Plata y, posteriormente, caracterizarlos molecularmente.

Materiales y métodos

Declaración de ética

El permiso para capturar palomas para el muestreo fue otorgado por la Dirección de Flora y Fauna de la provincia de Buenos Aires (Argentina). El desarrollo del trabajo fue aprobado por el Comité Institucional para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (protocolo 42.4.14P -CICUAL), Facultad de Ciencias Veterinarias, Universidad Nacional de La Plata.

Muestreo de las aves

Se utilizaron 30 palomas (Columba livia) capturadas en La Plata, provincia de Buenos Aires, Argentina (35°01'22"S 58°00'21"W), en diciembre de 2022. La captura se realizó en dos jornadas de muestreo (15 ejemplares en cada una) con jaula trampa cebada con granos, colocada sobre suelo de concreto. Posteriormente se inspeccionaron y una vez consideradas clínicamente sanas se contuvieron manualmente y se procedió a realizar la toma de las muestras. Para la extracción de sangre se optó por la vena metatarsiana medial, realizando una desinfección previa del área con alcohol y utilizando agujas 25G y jeringas de 1 ml (Figura 1). La sangre obtenida fue colocada en tubos con citrato de sodio como anticoagulante y homogeneizada suavemente para evitar la producción de hemólisis por manipulación. Al mismo tiempo, se procedió al muestreo de orofaringe y cloaca, en ese orden, con hisopos de dacrón, uno por cada ave, los cuales fueron colocados luego en tubos secos, tipo Eppendorf individuales y rotulados. Todas las muestras fueron remitidas inmediatamente al Laboratorio de Virología-Centro de Microbiología Básica y Aplicada (Facultad de Ciencias Veterinarias, Universidad Nacional de La Plata, Argentina). Finalizado el muestreo las aves fueron liberadas.

Extracción de ARN

Muestras de sangre

Las 30 palomas (correspondientes a las dos jornadas de muestreo) se dividieron, al azar, en seis grupos de cinco individuos cada uno. Se homogeneizaron 250 µl de sangre de cada grupo con 250 µl de solución salina tamponada (PBS) estéril y, posteriormente, se agregaron 500 μl de reactivo Trizol® (Invitrogen, Carlsbad, CA, EE. UU). La extracción a partir de esta mezcla se realizó con 220 μl de cloroformo, se agitó fuertemente y luego de una centrifugación a 12.000 x g durante 10 minutos, el ARN contenido en cada solución acuosa se precipitó mediante el agregado de un volumen equivalente de isopropanol. Los precipitados se recogieron mediante centrifugación a 12.000 x g durante 10 minutos, se lavaron con etanol al 70 % y se resuspendieron en 20 μl de agua libre de ARNasa (Susevich et al., 2022).

Figura 1. Extracción de sangre de la vena metatarsiana medial de palomas capturadas en la ciudad de La Plata, para detectar ácido nucleico genómico de dicistrovirus. ↑

Muestras de orofaringe y cloaca

Al llegar al laboratorio, los hisopos se comprimieron contra las paredes de los tubos de transporte a los cuales se les agregó previamente 1 ml de PBS. Posteriormente se homogeneizaron y se prepararon 6 grupos, cada uno de ellos con las muestras extraídas a cinco individuos. El procedimiento de extracción de ARN se llevó a cabo de forma similar a la descrita.

RT-PCR múltiple (mPCR)

Para tamizaje de las muestras, se realizó una RT-PCR múltiple (mPCR), según la metodología descripta por Sguazza et al. (2013). Esta mPCR detecta seis diferentes virus que infectan a las abejas. Se procedió a sintetizar ADN complementario, a partir del ARN total de todos los grupos formados con cinco muestras cada uno, y empleando transcriptasa reversa (M-MLV; Promega) y hexámeros al azar (Susevich et al., 2022). Para confirmar los resultados, y en caso de que existieran grupos positivos por mPCR, se dispuso la realización de una PCR específica (PCR uniplex), que utiliza cebadores para los diferentes virus (Reynaldi et al., 2011). Las muestras individuales a analizar serían las integrantes de los grupos que hubiesen resultado positivos por mPCR. De esta manera podría determinarse la existencia de ejemplares en los cuales se hubiera detectado idéntico genoma viral en las muestras de orofaringe y cloaca y en la de sangre. Luego de la amplificación según Reynaldi et al. (2011) se realizó un tratamiento con ARNasa durante 30 minutos a 37 °C y, posteriormente, las muestras fueron sembradas en geles de agarosa al 2,5 %, corridas durante 40 minutos a 100 V y observadas bajo luz UV, una vez teñidos los geles con bromuro de etidio. Los productos obtenidos se purificaron con el Kit (DNAclean & Concentrator^TM-5, ZIMO USA) y se enviaron a secuenciar a la Unidad de Genómica del “Hospital El Cruce” (Florencio Varela, Provincia de Buenos Aires, Argentina), en un secuenciador automático Seq Studio Genetic Analyzer-Thermofisher y utilizando un protocolo modificado de Big DyeTerminator v3.1 (Applied Biosystems). Finalmente se procedió a realizar el alineamiento pertinente con las secuencias obtenidas y con las de referencia depositadas en el GenBank (www.ncbi.nlm.nih.gov/genbank), usando la herramienta BLASTn (National Center for Biotechnology Information, september 2022).

Resultados

Con la mPCR utilizada para el tamizaje se hallaron grupos de muestras orofaríngeas y cloacales (los números 1, 2, 4, 5 y 6) y de sangre (los números 4, 5 y 6) positivos al virus israelí de la parálisis aguda (IAPV) (Figura 2A). Se seleccionaron los grupos 4, 5 y 6 de las muestras de sangre y las orofaríngeas y cloacales, las que fueron analizadas con PCR (uniplex). Se evidenciaron amplicones de 185 pb correspondientes a las muestras de sangre de los individuos 4,3 y 4,4 del grupo 4 (Figura 2B), y a las orofaríngeas y cloacales de los individuos 4,2; 4,3 y 4,5 (Figura 2C). La muestra de sangre 4,3, así como las orofaríngeas y cloacales 4,3, resultaron positivas a la detección de ácido nucleico viral.

La secuencia parcial obtenida de la muestra 4,4 del grupo 4 (sangre) que se tradujo mediante programa informático (MNVAFRKTIPADQETNTPK), evidenció un 88,24 % de homología con la secuencia de IAPV reportada en GenBank (QZS39644).

Figura 2A. RT-PCR (mPCR): resultados obtenidos a partir del análisis de los grupos formados por muestras orofaríngeas y cloacales y por sangre, para la detección de ácido nucleico genómico correspondiente a dicistrovirus. Grupos formados por muestras de hisopados orofaríngeos y cloacales (Gh): calle1: Gh1(+), calle 2: Gh2(+), calle 3: Gh3(-), calle 4: Gh4(+), calle 5: Gh5(+), calle 6: Gh6(+), calle 7: control negativo. Grupos formados por muestras de sangre (Gs): calle 8: control positivo¸ calle 9: Gs1(-), calle 10: Gs2(-), calle 11: marcador de peso molecular (100bp), calle 12: Gs3(-), calle 13: Gs4(+), calle 14: Gs5(+), calle 15: Gs6(+), calle 16: control negativo. 2B: PCR específica (uniplex): resultados obtenidos a partir del análisis del grupo 4 (+ por mPCR) de sangre de palomas para la detección de ácido nucleico genómico correspondiente a dicistrovirus. Calle 1: control positivo, calle 2: muestra 4,1 (-); calle 3: muestra 4,2 (-); calle 4: marcador de peso molecular (100 pb); calle 5: muestra 4,3 (+); calle 6: muestra 4,4 (+); calle 7: muestra 4,5 (-); calle 8: control negativo. 2C: PCR específica (uniplex): resultados obtenidos a partir del análisis del grupo 4 (+ por mPCR) de muestras orofaríngeas y cloacales de palomas para la detección de ácido nucleico genómico de dicistrovirus. Calle 1: muestra 4,1 (-); calle 2: muestra 4,2 (+); calle 3: muestra 4,3 (+); calle 4: marcador de peso molecular (100bp); calle 5: muestra 4,4 (-); calle 6: muestra 4,5 (+); calle 7: control positivo; calle 8: control negativo. ↑

Discusión y conclusiones

Todas las muestras utilizadas en este estudio fueron obtenidas de ejemplares sin manifestaciones clínicas de enfermedad, lo que sugiere que este virus podría ser endémico y no patógeno en palomas. Es muy probable que la detección positiva en muestras orofaríngeas y cloacales indique un origen dietario. Como mencionamos, se han identificado dicistrovirus en las heces de mamíferos, incluidos murciélagos insectívoros y humanos, pero el viroma fecal incluye virus asociados a alimentos que simplemente pueden haber pasado a través del tracto digestivo (Janowski et al., 2017; Kapoor et al., 2010; Reuter et al., 2014). Los virus de plantas o insectos detectados en las heces están frecuentemente presentes debido a exposiciones dietarias, pero pueden no indicar infección replicativa (Balique et al., 2015). En el caso específico de los murciélagos, son especies “clave”, debido a que su ausencia conllevaría efectos en cascada entre los ecosistemas (Kunz et al., 2011). Esta alta conectividad ecológica puede predisponer a los murciélagos a la exposición a virus de especies con las que interactúan en la naturaleza, incluso una diversidad de virus de artrópodos.

En 2022, fue detectado IAPV en más del 50% de muestras orofaríngeas y cloacales de palomas (Susevich et al., 2022). El hallazgo actual de material genético de IAPV, en muestras de sangre y de orofaringe y cloaca, podría indicar una posible infección viral, aún en ausencia de signología clínica. Este sería el primer informe de detección, mediante métodos moleculares, de ácido nucleico viral de dicistrovirus en sangre de palomas. En la última década, se han informado dicistrovirus en muestras de sangre en humanos y en especies de murciélagos. Si bien se han identificado estos virus en humanos con estado febril, parecería que este hallazgo no se relacionaba con el estado general de los pacientes (Bennett et al., 2019; Cordey et al., 2019; Phan et al., 2018).

Los murciélagos frugívoros ingieren una gran biomasa y diversidad de artrópodos en frutos, no solo incidentalmente sino como un componente nutricional importante de sus dietas (Barclay et al., 2006; Clulow y Blundell, 2011; Herrera et al., 2002). El hallazgo de un dicistrovirus circulando en la sangre de un murciélago frugívoro podría indicar el paso de material viral desde el estómago y el intestino a la sangre. Hay autores que especulan que tal proceso podría ocurrir a través de microabrasiones al masticar y tragar alimentos ásperos (Soave, 1966). Esto se podría comparar con lo que sucede con las palomas, ya que estas pueden consumir insectos en forma voluntaria, como complemento de su dieta o bien de forma indirecta a través del consumo de cereales contaminados con insectos (Gutiérrez-Galán et al., 2017).

Las palomas pueden actuar como reservorio de diversos patógenos, presentándose a menudo enfermedades de curso subclínico o atípico, lo que facilita la propagación entre individuos. Aunque la intensificación de la producción y el aumento de las medidas de bioseguridad reducen significativamente las posibilidades de contacto entre palomas y aves de producción, la posible transmisión entre especies sigue siendo una amenaza para las bandadas en libertad y las de uso productivo, recreativo o deportivo. Los sistemas de producción extensivos hacen que las aves de corral estén más expuestas a patógenos que otros animales (Łukaszuk y Stenzel, 2020). Esto puede contribuir a la propagación de dichos virus en los mamíferos. La necesidad de identificarlos podría tener que ver, particularmente, con el estrecho contacto entre humanos y estos animales y viceversa.

Por estas razones, se deben continuar las investigaciones para determinar si existe alguna correlación entre los virus antes mencionados y enfermedades de curso subclínico o atípico en especies de la familia Columbidae. Nuestros hallazgos pueden compararse con los de Bennett et al. (2019), quienes estudiaron diversos virus de artrópodos en la sangre de murciélagos frugívoros. Ellos sugieren que tales interacciones podrían crear un vínculo ecológico entre los viromas de artrópodos y murciélagos, situación que también podría suceder entre aves y artrópodos (Bennett et al., 2019). Además, aún queda por explorar la importancia clínica de los dicistrovirus en las especies de aves y mamíferos en general. Investigaciones más profundas, por ejemplo, de metagenómica, no solo permitirían determinar el verdadero papel de los virus descritos, sino que también conduciría al hallazgo de virus de palomas aun no detectados (Susevich et al., 2022). Cada vez más, el avance de las actividades humanas sobre las áreas naturales implica una nueva y mayor interacción entre especies animales domésticas y silvestres y humanos, aumentando las posibilidades de intercambio de patógenos desconocidos entre sí (Caspe y Hill, 2024).

Agradecimientos

A la Dirección de Flora y Fauna de la provincia de Buenos Aires (Argentina) por el permiso para capturar las aves para el muestreo.

Declaración de autoría

María Laura Susevich: administración de proyecto; adquisición de fondos; conceptualización; escritura; preparación y redacción del borrador original; revisión y edición; investigación; supervisión y visualización. Marco Antonio Tizzano: análisis formal; metodología; revisión y edición; Hugo López Faray: recursos y conceptualización. María Gabriela Echeverría: conceptualización; escritura, revisión y edición; visualización. Javier Origlia: conceptualización; escritura, revisión y edición; supervisión.

Declaración de conflictos de intereses

No existe conflicto de intereses, incluyendo entre estos últimos las relaciones financieras, personales o de otro tipo con otras personas u organizaciones, que pudieran influir de manera inapropiada en el trabajo.

Referencias

Abolnik, C. (2014). A current review of avian influenza in pigeons and doves (Columbidae). Veterinary Microbiology, 170(3-4), 181-196. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2014.02.042 ↑

Arteaga, M. C., Asmat, I., León, D. y Falcón, N. (2023). Percepciones acerca de la presencia de palomas en espacios públicos y su importancia en la salud pública en un distrito de Lima, Perú. Revista de Investigaciones Veterinarias del Perú, 34(1), e23120. https://doi.org/10.15381/rivep.v34i1.23120 ↑

Balique, F., Lecoq, H., Raoult, D. y Colson, P. (2015). Can plant viruses cross the Kingdom border and be pathogenic to humans? Viruses, 7(4), 2074-2098. https://doi.org/10.3390/v7042074 ↑

Barclay, R. M. R., Barclay, L. E. y Jacobs, D. S. (2006). Deliberate insectivory by the fruit bat Rousettus aegyptiacus. Acta Chiropterologica, 8(2), 549-553. https://doi.org/10.3161/1733-5329(2006)8[549:DIBTFB]2.0.CO;2 ↑

Bennett, A. J., Bushmaker, T., Cameron, K., Ondzie, A., Niama, F. R., Parra, H. J., Mombouli, J. V., Olson, S. H., Munster, V. J. y Goldberg, T. L. (2019). Diverse RNA viruses of arthropod origin in the blood of fruit bats suggest a link between bat and arthropod viromes. Virology, 528, 64-72. https://doi.org/10.1016/j.virol.2018.12.009 ↑

Bonning, B. C. y Miller, W. A. (2010). Dicistroviruses. Annual Review of Entomology, 55, 129-150. https://doi.org/10.1146/annurev-ento-112408-085457 ↑

Bourgarel, M., Noël, V., Pfukenyi, D., Michaux, J., André, A., Becquart, P., Cerqueira, F., Barrachina, C., Boué, V., Talignani, L., Matope, G., Missé, D., Morand, S. y Liégeois, F. (2019). Next-generation sequencing on insectivorous bat guano: An accurate tool to identify arthropod viruses of potential agricultural concern. Viruses, 11(12), 1102. https://doi.org/10.3390/v11121102 ↑

Caspe, S. G. y Hill, H. (2024). Chlamydiosis in animals. Animals, 14(21), 3130. https://doi.org/10.3390/ani14213130 ↑

Chen, Z., Zhao, H., Li, Z., Huang, M., Si, N., Zhao, H., Wei, X., Sun, B., Gao, G. F., Xu, Z. y Liu, W. J. (2023). First discovery of phenuiviruses within diverse RNA viromes of asiatic toad (Bufo gargarizans) by metagenomics sequencing. Viruses, 15(3), 750. https://doi.org/10.3390/v15030750 ↑

Cholleti, H., de Jong, J., Blomström, A. L. y Berg, M. (2022). Characterization of Pipistrellus pygmaeus bat virome from Sweden. Viruses, 14(8), 1654. https://doi.org/10.3390/v14081654 ↑

Clulow, S. y Blundell, A. T. (2011). Deliberate insectivory by the fruit bat Pteropus poliocephalus by aerial hunting. Acta Chiropterologica, 13(1), 201-205. https://doi.org/10.3161/150811011X578750 ↑

Cordey, S., Laubscher, F., Hartley, M. A., Junier, T., Pérez-Rodriguez, F. J., Keitel, K., Vieille, G., Samaka, J., Mlaganile, T., Kagoro, F., Boillat-Blanco, N., Mbarack, Z., Docquier, M., Brito, F., Eibach, D., May, J., Sothmann, P., Aldrich, C., Lusingu, J. y Kaiser, L. (2019). Detection of dicistroviruses RNA in blood of febrile Tanzanian children. Emerging Microbes & Infections, 8(1), 613-623. https://doi.org/10.1080/22221751.2019.1603791 ↑

Dastjerdi, A., Everest, D. J., Davies, H., Denk, D. y Zell, R. (2021). A novel dicistrovirus in a captive red squirrel (Sciurus vulgaris). The Journal of General Virology, 102(3). https://doi.org/10.1099/jgv.0.001555 ↑

Duraisamy, R., Akiana, J., Davoust, B., Mediannikov, O., Michelle, C., Robert, C., Parra, H. J., Raoult, D., Biagini, P. y Desnues, C. (2018). Detection of novel RNA viruses from free-living gorillas, Republic of the Congo: Genetic diversity of picobirnaviruses. Virus Genes, 54(2), 256-271. https://doi.org/10.1007/s11262-018-1543-6 ↑

Fumagalli, M. J., de Souza, W. M., de Araujo, J., Modha, S., Queiroz, L. H., Durigon, E. L., Murcia, P. R. y Figueiredo, L. T. M. (2019). Krykféie dicistrovirus: A novel dicistrovirus in velvety free-tailed bats from Brazil. Infection, Genetics and Evolution: Journal of Molecular Epidemiology and Evolutionary Genetics in Infectious Diseases, 75, 104036. https://doi.org/10.1016/j.meegid.2019.104036 ↑

Ge, X., Li, Y., Yang, X., Zhang, H., Zhou, P., Zhang, Y. y Shi, Z. (2012). Metagenomic analysis of viruses from bat fecal samples reveals many novel viruses in insectivorous bats in China. Journal of Virology, 86(8), 4620-4630. https://doi.org/10.1128/JVI.06671-11 ↑

Gutiérrez-Galán, A., Alonso González, C. y Maroto de Mercado, J. (2017). Woodpigeon Columba palumbus diet composition in mediterranean southern Spain. Ardeola, 64(1), 17-30. https://doi.org/10.13157/arla.64.1.2017.ra2 ↑

Herrera, G. L., Gutiérrez, E., Hobson, K. A., Altube, B., Díaz, W. G. y Sánchez-Cordero, V. (2002). Sources of assimilated protein in five species of New World frugivorous bats. Oecologia, 133(3), 280-287. https://doi.org/10.1007/s00442-002-1036-z ↑

Janowski, A. B., Krishnamurthy, S. R., Lim, E. S., Zhao, G., Brenchley, J. M., Barouch, D. H., Thakwalakwa, C., Manary, M. J., Holtz, L. R. y Wang, D. (2017). Statoviruses, a novel taxon of RNA viruses present in the gastrointestinal tracts of diverse mammals. Virology, 504, 36-44. https://doi.org/10.1016/j.virol.2017.01.010 ↑

Kapoor, A., Simmonds, P., Lipkin, W. I., Zaidi, S. y Delwart, E. (2010). Use of nucleotide composition analysis to infer hosts for three novel picorna-like viruses. Journal of Virology, 84(19), 10322-10328. https://doi.org/10.1128/JVI.00601-10 ↑

Kunz, T. H., Braun de Torrez, E., Bauer, D., Lobova, T. y Fleming, T. H. (2011). Ecosystem services provided by bats. Annals of the New York Academy of Sciences, 1223, 1-38. https://doi.org/10.1111/j.1749-6632.2011.06004.x ↑

Phan, T. G., Del Valle Mendoza, J., Sadeghi, M., Altan, E., Deng, X. y Delwart, E. (2018). Sera of Peruvians with fever of unknown origins include viral nucleic acids from non-vertebrate hosts. Virus Genes, 54(1), 33-40. https://doi.org/10.1007/s11262-017-1514-3 ↑

Reuter, G., Pankovics, P., Gyöngyi, Z., Delwart, E. y Boros, A. (2014). Novel dicistrovirus from bat guano. Archives of Virology, 159(12), 3453-3456. https://doi.org/10.1007/s00705-014-2212-2 ↑

Reynaldi, F. J., Sguazza, G. H., Tizzano, M. A., Fuentealba, N., Galosi, C. M. y Pecoraro, M. R. (2011). First report of Israeli acute paralysis virus in asymptomatic hives of Argentina. Revista Argentina de Microbiología, 43(2), 84-86. ↑

Santos, H. M., Chen, C. C., Tsai, C. Y., Hsish, Y. C., Chung, F. C., Tyan, Y. C., Tayo, L. L. y Chuang, K. P. (2020). Influence of pigeon interferon alpha (PiIFN-α) on pigeon circovirus (PiCV) replication and cytokine expression in Columba livia. Veterinary Microbiology, 242, 108591. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2020.108591 ↑

Sguazza, G. H., Reynaldi, F. J., Galosi, C. M. y Pecoraro, M. R. (2013). Simultaneous detection of bee viruses by multiplex PCR. Journal of Virological Methods, 194(1-2), 102-106. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2013.08.003 ↑

Soave, O. A. (1966). Transmission of rabies to mice by ingestion of infected tissue. American Journal of Veterinary Research, 27(116), 44-46. ↑

Stenzel, T., Pestka, D. y Choszcz, D. (2014). The prevalence and genetic characterization of Chlamydia psittaci from domestic and feral pigeons in Poland and the correlation between infection rate and incidence of pigeon circovirus. Poultry Science, 93(12), 3009-3016. https://doi.org/10.3382/ps.2014-04219 ↑

Susevich, M. L., Echeverría, M. G. y Origlia, J. (2022). Dicistrovirus de la comunidad de polinizadores encontrados en palomas: ¿Un nuevo reservorio viral? Revista de Investigaciones Veterinarias del Perú, 33(4), e21901. https://doi.org/10.15381/rivep.v33i4.21901 ↑

Vasconcelos, R. H., Teixeira, R. S. de C., da Silva, I. N. G., Lopes, E. de S. y Maciel, W. C. (2018). Feral pigeons (Columba livia) as potential reservoirs of Salmonella sp. and Escherichia coli. Arquivos do Instituto Biológico, 85(1-6), e0412017. https://doi.org/10.1590/1808-1657000412017 ↑

Yinda, C. K., Zell, R., Deboutte, W., Zeller, M., Conceição-Neto, N., Heylen, E., Maes, P., Knowles, N. J., Ghogomu, S. M., Van Ranst, M. y Matthijnssens, J. (2017). Highly diverse population of Picornaviridae and other members of the Picornavirales, in Cameroonian fruit bats. Genomics, 18(1), 249. https://doi.org/10.1186/s12864-017-3632-7 ↑

Zhang, W., Yang, S., Shan, T., Hou, R., Liu, Z., Li, W., Guo, L., Wang, Y., Chen, P., Wang, X., Feng, F., Wang, H., Chen, C., Shen, Q., Zhou, C., Hua, X., Cui, L., Deng, X., Zhang, Z., Qi, D. y Delwart, E. (2017). Virome comparisons in wild-diseased and healthy captive giant pandas. Microbiome, 5(1), 90. https://doi.org/10.1186/s40168-017-0308-0 ↑

Łukaszuk, E. y Stenzel, T. (2020). Occurrence and role of selected RNA-viruses as potential causative agents of watery droppings in Pigeons. Pathogens, 9(12), 1025. https://doi.org/10.3390/pathogens9121025 ↑